发布时间：2026-07-03
如果说WB实验是一场“接力赛”，那SDS-PAGE凝胶电泳就是第一棒——这一棒跑不好，后面转膜、孵育、曝光全都是白搭。
你是不是也遇到过这些“名场面”？
配胶时——凝胶不凝、气泡排不完、梳子拔下来孔是歪的
上样时——样品沉不下去、漂出孔外、Marker跑成了“波浪线”
跑胶时——条带“笑”了（中间凸两边凹）、或者“哭”了（两边凸中间凹）
最后——条带弥散、拖尾、甚至“人间蒸发”
别慌！今天我们就来把SDS-PAGE凝胶电泳的那些“不能说的秘密”全抖出来。学会这些技巧，你也能从“手残党”进阶为“稳如老狗”的电泳高手。
凝胶不凝，十有八九是TEMED和APS的问题。
记住口诀：APS怕热怕光，分装-20℃；TEMED有刺激性气味，在通风橱加。
小技巧：配胶前先观察APS是否还有“冰晶”状，如果融化了又冻上、反复多次，建议直接换新的。
灌胶时产生气泡，最直接的后果——条带缺一块。
技巧：
灌胶时让玻璃板倾斜45°，胶液沿玻璃板内壁缓缓流下，像倒啤酒一样“杯壁下流”
最后用移液器轻轻将气泡“挑”到胶面顶部
加水封胶时，水要沿壁缓慢加入，别直接砸在胶面上
这是新手最常犯的错误——心急。
分离胶凝好后，加水封（或异丙醇）压平胶面
分离胶完全凝了再倒掉水封，灌浓缩胶
浓缩胶一定要彻底凝了再拔梳子（至少30分钟，室温低的话延长到45分钟）
拔梳子时要垂直向上，不要左右摇晃——否则孔道变形，上样时样品会串到隔壁
小技巧：拔梳子前用1×电泳缓冲液把加样孔冲洗一下，可以把未凝的丙烯酰胺碎片冲走。
如果样品沉不下去，漂出孔外，说明样品密度不够。
上样前确保样品中已加入loading buffer（含甘油或蔗糖，增加密度）
上样体积不要超过孔容量的80%（留点余量，防止溢出串孔）
上样时枪头插入加样孔底部，缓慢推出样品
Marker条带如果出现波浪形或微笑/哭泣形，通常是电压过高或胶没凝好。
经典建议：浓缩胶用80V，分离胶用120V——这个“老少皆宜”的参数组合，能跑出大部分好看的条带。
电泳缓冲液（1×Tris-Glycine-SDS）用久了，离子强度会变化，电泳速度会变慢、条带会弥散。
建议：
内槽缓冲液一定要新鲜的（直接接触胶和样品）
外槽缓冲液可以重复用2-3次
如果缓冲液颜色变黄或有沉淀，直接换新的
预染Marker不仅是分子量的标尺，还能帮你判断：
电泳进度：Marker的各个条带是否正常分离
转膜效率：转膜后膜上是否有Marker颜色
条带位置：目标蛋白预计在Marker的哪个条带附近
小技巧：跑胶过程中可以观察Marker的最小条带——当它跑到胶底约1cm处时，说明小分子量蛋白基本跑到了位，可以停止电泳了。
电泳结束后，尽快进行转膜。胶在室温下放置过久，蛋白会扩散，条带会变模糊。
如果实在不能马上转膜，可以把胶浸泡在转膜缓冲液中，4℃保存，但不要超过2小时。
SDS-PAGE凝胶电泳是WB实验的“第一公里”。从配胶到上样到跑胶，每一个细节都决定了你最终条带的质量。
记住了：
配胶：APS/TEMED要新鲜，45°灌胶排气泡，彻底凝了再拔梳子
上样：慢、稳、准、换枪头，样品别加太满
跑胶：浓缩胶80V、分离胶120V，内槽缓冲液用新鲜的
而当你跑出了漂亮的胶、转上了清晰的膜，接下来能不能得到一张“赏心悦目”的曝光图，关键就取决于抗体的质量。
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